Exames parasitológicos: O que são?

A gota de sangue é colocada no centro de uma lâmina, coberta com uma lamínula e examinada ao microscópio óptico imediatamente após. Poderão ser vistos parasitos vivos ou mortos.

Em esfregaço


Pode ser de dois tipos: de gota espessa ou delgado. O primeiro tipo é muito utilizado em diagnósticos epidemiológicos. É um método de enriquecimento, mas a identificação específica dos parasitos é dificultada. Já o esfregaço delgado é utilizado para identificação da forma e da espécie de vários parasitos. Ambas as técnicas serão descritas a seguir:

Esfregaço delgado

– Colocar uma gota de sangue na extremidade direita de uma lâmina (Figura 02a);
– Pegar outra lâmina segurar por cima com a mão direita e, com uma inclinação de 45°, encostar adiante da gota (Figura 02b);
– Deixar a gota se espalhar pela superfície de contato das duas lâminas;
– Puxar a gota espalhada até o final da lâmina (Figura 02c – d);
– Secar rapidamente;
– Fixar a lâmina em metanol e corar pelo Giemsa.

Esfregaço em gota espessa

– Colocar o sangue no centro da lâmina;
– Espalhar, com o auxílio de outra lâmina, o sangue sobre uma área de cerca de 1 cm2;
– Deixar secar;
– Corar pelo Giemsa;

Exame parasitológico de fezes

O exame parasitológico de fezes (EPF) tem como objetivo diagnosticar parasitos intestinais por meio da pesquisa das diferentes formas parasitárias que são eliminadas nas fezes.
Muitas vezes, o número de formas parasitárias eliminadas com as fezes é pequeno, havendo necessidade de recorrer a processos de enriquecimento para concentrá-las. Os principais métodos de enriquecimento são: sedimentação espontânea, sedimentação por centrifugação, flutuação espontânea, centrífugo-flutuação e concentração de larvas de helmintos por migração ativa, em razão do hidrotropismo e termotropismo positivos.
Vamos às características dos dois principais princípios utilizados nos exames de fezes:

a) Técnicas de flutuação:

Princípio: baseia-se na diferença de densidade específica entre os ovos de helmintos, cistos de protozoários e o material fecal, a fim de que esses organismos flutuem na superfície dos reagentes (reagentes de alta densidade).
Vantagens: formação na superfície do tubo de uma membrana clara com poucos detritos fecais e a remoção seletiva de ovos e cistos, mesmo quando em pequeno número no bolo fecal.
Desvantagens: alta densidade dos reagentes – alteração na parede dos ovos e dos cistos – dificultando a identificação – exame dentro de 10 a 20 minutos.
Técnicas de flutuação mais usadas: solução saturada de NaCl (WILLIS); sulfato de zinco ( Faust).

b) Técnicas de sedimentação:

Princípio: os organismos são sedimentados pela gravidade ou centrifugação. Apresenta uma ação inversa à flutuação: os cistos, ovos e larvas são retidos no fundo do tubo, enquanto os detritos são suspensos para a superfície, não interferindo no diagnóstico.
Objetivos: aumento do número de ovos operculados, larvas ou cistos, e a separação das gorduras da maioria dos detritos.
Desvantagens: grande quantidade de detritos fecais no sedimento – a identificação dos parasitas se torna mais difícil do que por técnicas de flutuação.

Técnicas de sedimentação mais usadas:

– Lutz (água corrente);
– Hoffman, Pons & Janer (HPJ) (água corrente);
– Ritchie (formalina – éter);
– Blagg (mertiolato – iodo –formaldeído) (MIF).

Não existe um método capaz de diagnosticar ao mesmo tempo todas as formas parasitárias, por isso, o ideal é que exista uma combinação entre técnicas de flutuação e sedimentação.
A seguir serão descritos os métodos mais utilizados na análise clínica. Em todos eles é necessário percorrer todo o campo da seguinte forma:

Exame direto a fresco

– Identificar a lâmina com um lápis de cera;
– Colocar uma gota de salina no centro da metade esquerda da lâmina e uma gota de lugol na metade direita da lâmina;
– Com o auxílio de um abaixador de língua ou um palito, peque uma pequena porção da amostra e misture com a gota de solução salina;
– Da mesma forma, misture uma porção de fezes com a solução de lugol;
– Coloque uma lamínula sobre cada uma das gotas, tomando o cuidado para não formar bolhas de ar e examine ao microscópio.

Método de Sedimentação Espontânea

– Colocar aproximadamente 2 gramas de fezes em um frasco ou copo descartável com cerca de 5 ml de água e homogeneizar bem com bastão de vidro ou palito descartável;
– Acrescentar mais 20 ml de água;
– Filtrar a suspensão em gaze cirúrgica dobrada quatro vezes em um cálice cônico;
– Completar o volume do cálice com água;
– Deixar essa suspensão em repouso por duas horas;
– Descartar o sobrenadante cuidadosamente, colocar mais água e deixar em repouso por mais 60 minutos;
– Repetir os dois procedimentos anteriores até que o material esteja límpido e bom para leitura;
– Para coletar o sedimento, desprezar o líquido sobrenadante, homogeneizar o sedimento e coletar uma gota e colocar em uma lâmina;
– Cobrir com lamínula e examinar ao microscópio.

Método de Blagg ou MIFC ou sedimentação por centrifugação

– Coletar as fezes frescas em conservador MIF;
– Homogeneizar;
– Filtrar a suspensão em gaze dobrada em copo plástico descartável;
– Transferir 2 ml do filtrado para um tubo cônico de 15 ml;
– Acrescentar 5 ml de éter sulfúrico e agitar;
– Centrifugar por um minuto;
– Inverter o tubo para desprezar o líquido;
– Acrescentar ao tubo gotas de salina ou lugol;
– Inverter o tubo em uma lâmina;
– Cobrir com uma lamínula e examinar ao microscópio.

Método de Willis

– Colocar 10 gramas de fezes em um frasco ou copo descartável;
– Diluir as fezes em solução saturada de açúcar ou sal;
– Completar o frasco com água;
– Colocar na boca do frasco uma lâmina que deverá estar em contato com o líquido;
– Deixar em repouso por cinco minutos;
– Retirar rapidamente a lâmina voltando para cima a parte molhada;
– Cobrir com lamínula e levar ao microscópio.

Método de Baermann Moraes

– Tomar 8 a 10 gramas de fezes;
– Colocar as fezes em gaze dobrada;
– Colocar o material sobre um funil de vidro contendo um tubo de borracha conectado à extremidade inferior de sua haste;
– Fechar o tubo de borracha com uma pinça de Hoffman;
– Adicionar ao funil água aquecida a 45°C até cobrir o material fecal;
– Deixar em repouso por uma hora;
– Abrir a pinça dentro de um tubo de centrífuga, coletando cerca de 7 ml de líquido;
– Centrifugar;
– Coletar o sedimento e analisar ao microscópio.

Método de Kato-Katz

– Preparar uma solução de verde-malaquita de acordo com a seguinte fórmula: glicerina (100 ml), água destilada (100 ml) e verde-malaquita 3% (1 ml);- Cortar papel celofane semipermeável em pedaços de 24 por 30 mm e deixá-los mergulhados na solução de verde-malaquita por pelo menos 24 horas;
– Colocar, sobre um papel higiênico, uma amostra das fezes a serem examinadas;
– Comprimir as fezes com um pedaço de tela metálica similar a de náilon;
– Retirar as fezes que passaram para a parte superior da tela e transferi-las, com auxílio de um palito, para o orifício (6 mm de diâmetro) de um cartão retangular de plástico colocado sobre uma lâmina de microscopia;
– Após encher completamente o orifício, retirar o cartão deixando as fezes sobre a lâmina de vidro;
– Cobrir as fezes com a lamínula de papel celofane, inverter a lâmina, sobre uma folha de papel absorvente, e comprimi-la;
– Aguardar de uma a duas horas e examinar ao microscópio, contando todos os ovos da preparação;
– O número de ovos encontrados no esfregaço fecal, multiplicado por 23, corresponderá ao número de ovos por grama de fezes.

Método de Graham ou fita adesiva

– A coleta poderá ser feita no laboratório ou instituir o paciente para que o faça em casa, de preferência;
– Ao despertar pela manhã, antes que o paciente faça higiene ou troque de roupas, fazer a coleta do material;
– Fixar sobre uma lâmina limpa e desengordurada uma tira de fita durex um pouco menor que o comprimento da lâmina. Nas extremidades colar duas tiras de papel, as quais servirão de suporte para segurar e também para a identificação;
– No momento de usar, retirar cuidadosamente a fita da lâmina. Com a face adesiva voltada para fora, colocar um tubo de ensaio (ou abaixador de língua) na face interna (sem cola), como suporte, segurando nas tiras de papel;
– Afastar os glúteos do paciente e encostar rápida e firmemente a fita adesiva sobre o ânus;
– Após a coleta, colar novamente sobre a lâmina, procurando evitar a formação de bolhas de ar;
– Examinar ao microscópio com pequeno aumento, percorrendo todos os campos.


Identificação de proglotes de Taenia pelo método de ácido acético

– Colocar a(s) proglote(s) a ser(em) identificada(s) em pequeno recipiente contendo ácido acético glacial;
– Decorridos pelo menos 15 minutos, retirá-la e comprimi-la entre duas lâminas;
– Examinar sob iluminação intensa (artificial);
– Os caracteres do útero e suas ramificações permitirão distinguir se a proglote grávida em exame é de T. solium ou T. saginata;
– É aconselhável utilizar lâminas largas para comprimir as proglotes como medida de cautela para uma eventual contaminação do examinador, pelos ovos do parasita (principalmente em se tratando da T. solium);
– O mecanismo de ação do ácido acético está baseado na dissolução de sais, calcários e carbonato de cálcio que impregnam o corpo do parasita.
– Taenia saginata: proglotes grávidas: útero com ramificações laterais finas, dicotômicas e numerosas.
– Taenia solium: proglotes grávidas: útero com ramificações espessas, dendríticas e em pequena quantidade.

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